ROTEIRO DE AULAS PRÁTICAS

Recomendações para as aulas práticas

Para melhor aproveitamento das aulas práticas, os seguintes procedimentos são recomendados:

 Comparecer à aula pontualmente e munido de jaleco branco;
 Ler cuidadosamente o roteiro da prática antes de iniciar sua execução;
 Dividir os trabalhos eqüitativamente com o(s) companheiro(s) do grupo;
 Tomar notas das observações e dos resultados, levando em conta todos os pormenores relevantes à preparação do Relatório;
 Discutir com o instrutor todos os pontos duvidosos;
 Usar apenar o material estritamente necessário, evitando desperdícios e danos;

Redação do Relatório

O relatório de cada prática deverá conter:
 Título da prática e data da sua realização
 Resultados
 Respostas das questões fornecidas (quando houver)

As atividades práticas assim como os relatórios serão realizados em duplas.


1. Células de Elódea

Objetivo: Observar os cloroplastos e o processo de plasmólise em células de Elódea (planta aquática)

Materiais:
 Elódea
 Água e solução de sacarose 1M
 Lâminas e lamínulas
 Microscópio óptico

Métodos:
1. Preparar duas lâminas com folhas de Elódea (lâminas A e B). Na lâmina A gotejar água e na lâmina B gotejar a solução de sacarose 1M;
2. Aguardar cerca de 10 minutos e observar ao microscópio;
3. Desenhar o que foi observado em cada lâmina.

Pergunta:
1. Defina plasmólise.


2. Células da epiderme dos catafilos da cebola

Objetivo: Observação de célula vegetal – parede celular, citoplasma, núcleo, células normais e células plasmolisadas.

Materiais:
 Cebola
 Água e Glicerina
 Azul de metileno
 Papel de filtro
 Lâminas e lamínulas
 Microscópio óptico

Métodos:
1. Retirar o catafilo de um bulbo de cebola;
2. Com a lâmina de barbear destacar um fragmento de camada mais externa do catafilo;
3. Montar o material em 1 gota d´àgua e 1 gota de azul de metileno entre a lâmina e a lamínula;
4. Observar ao microscópio;
5. Desenhar;
6. Retirar o azul de metileno e a água com pedaço de papel filtro, após levantar a lamínula;
7. Adicionar glicerina, tomando-se o cuidado de evitar a presença de bolhas;
8. Observar ao microscópio, notando-se o aspecto das células plasmolisadas.
9. Desenhar.


3. Células parenquimáticas do tubérculo de batata inglesa
Objetivo: Observação de célula vegetal contendo reservas de amido.

Materiais:
 Tubérculo de Batata inglesa
 Água
 Azul de metileno
 Papel de filtro
 Lâminas e lamínulas
 Microscópio óptico

Métodos:
1. Cortar o mais fino possível, com auxílio de lâmina de barbear, tubérculo de batata descascado;
2. Montar um dos cortes obtidos, em água, entre lâmnia e lamínula;
3. Colocar, em um vidro de relógio, 10 gotas de água e 1 gota de lugol;
4. Transferir um corte para este líquido, para corá-lo;
5. Montar o corte entre a lâmina e a lamínula e observa-lo ao microscópio;
6. Desenhar.


4. TÉCNICAS DE FIXAÇÃO, CORTE, COLORAÇÃO E MONTAGEM DE LÂMINAS

4.1. FIXAÇÃO

A fixação paralisa os processos vitais e os de autólise e estabiliza os componentes celulares. O tempo de fixação é variável: depende do tipo de fixador, das dimensões das peças e resistência destas à penetração do fixador. O volume de fixador deve serem geral cerca de 10x o volume do material (segundo Kraus & Arduin 1997).

Materiais:
 Formaldeído 37%
 Ácido acético glacial
 Etanol
 Recipientes de vidro.

Métodos:

FAA
Formaldeído, ácido acético, etanol 50% ou 70%, 1:1:18 (v/v)

Formaldeído 37% 50,0ml
Ácido acético glacial 50,0ml
Etanol 50% ou 70% 900,0ml

FAA significa: Formaldeido, ácido Acético e Álcool etílico. Este último pode estar em grau 50% (FAA50) ou em 70% (FAA70). Colocar o material no fixador (24 horas). O material botânico pode ser guardado no fixador.

OBSERVAÇÃO IMPORTANTE: O formaldeído 37% emite vapores fortemente irritantes para as mucosas e membranas; o contato com a pele pode causar dermatites e a ingestão causa fortes dores abdominais, proteinúria, hematúria, e finalmente coma e morte. Trabalhar em capela ou em lugar bem ventilado, mesmo com soluções de formalina mais fracas.

OBSERVAÇÃO IMPORTANTE: O ácido acético glacial é corrosivo e o contato com a pele produz queimaduras. Os vapores têm cheiro forte e desagradável e são irritantes para os olhos e mucosas. Para pipetar este ácido, deve-se utilizar pêras próprias. NUNCA USAR A BOCA DIRETAMENTE NA PIPETA. Trabalhar em capela.


4.2. CORTE

Materiais:
 Material botânico (caule, folhas, raízes, etc.)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água
 Lâminas e lamínulas

Métodos:

O material vegetal apresenta características que permitem a obtenção de cortes histológicos feitos à mão-livre. Esse processo é rápido e simples, dispensando equipamentos sofisticados e permitindo análise imediata, aplicação de testes, colorações, etc.

1. Verificar a orientação do corte a ser realizado (Figura 1);
2. Tomar um fragmento da amostra vegetal e mantê-lo com firmeza entre os dedos indicador e polegar da mão esquerda (para destros). Quando o material for muito pequeno ou frágil, como no caso de fragmentos de folhas, e não puder ser mantido com firmeza entre os dedos da mão, deve-se recorrer a suportes. Estes podem ser pedaços de cortiça, de medula de pecíolo de embaúba, de isopor etc. Para tanto, deve-se secionar longitudinalmente o suporte e introduzir o fragmento do material a ser cortado entre ambas as porções (“fazer um sanduíche”) e segurar o conjunto firmemente. (Figura 2).
3. Cortar, por meio de uma lâmina de barbear, a superfície superior do material ou do suporte com o material, de modo a deixá-la reta e igualada;
4. Colocar uma gota de água ou do próprio fixador sobre a superfície a ser cortada, para possibilitar o deslize da lâmina de barbear nova. A lâmina usada não possibilita a obtenção de bons cortes;
5. Com a lâmina de barbear nova, mantida entre os dedos polegar e indicador da mão direita, secionar o material. Durante o secionamento a lâmina deve deslizar suavemente sobre a superfície do material. Evitar exercer forte pressão sobre este (Figura 2);
6. Os cortes devem ser delgados. É conveniente realizar um grande número de cortes para posterior seleção dos mais delgados. Não é necessário, de um modo geral, que o corte abranja toda a superfície do material;
7. Transferir os cortes obtidos, por meio de um pincel nº0, para um vidro de relógio ou placa de petri contendo água destilada ou fixador. Na visualização dos cortes, é conveniente colocar o vidro de relógio sobre um fundo de cor branca quando estes apresentarem coloração e, sobre um fundo preto, se forem brancos;
8. Selecionar os cortes mais finos.



Figura 1: a-Corte paradérmico de folha; b-corte longitudinal de folha; c-corte transversal de folha; d-corte transversal de caule; e- corte longitudinal tangencial de caule; f-corte longitudinal radial de caule. (Fonte: Kraus & Arduin, 1997).



Figura 2: a-Preparação de suporte para espécime; b-posiciosamento correto para secionamento à mão-livre. (Fonte: Kraus & Arduin, 1997).

4.3. COLORAÇÃO (AZUL DE ASTRA E SAFRANINA)

Materiais:
 Material botânico
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Fazer cortes à mão livre de materiais frescos ou fixados e colocá-los em água destilada;
2. Clarifica-los em água sanitária 10-50%, conforme o tipo de material;
3. Lavar em água destilada (3-5 vezes, 1 minuto cada);
4. Passar em ácido acético (5%)
5. Lavar em água destilada (1 vez);
6. Corar com azul de astra e safranina, 9:1 (v/v), durante 5-8 segundos;
7. Lavar os cortes em água destilada (1 minuto);
8. Colocar o material numa lâmina;
9. Pingar uma gota de glicerina 50% sobre o material (Figura 3);
10. Cobrir com lamínula (Figura 3);
11. Vedar o espaço entre a lâmina e a lamínula com esmalte de unhas incolor (em caso do material botânico estar fixado).

Água sanitária 10%
Água sanitária 50,0ml
Água destilada 450,0ml
Volume final 500,0ml

Água sanitária 50%
Água sanitária 250,0ml
Água destilada 250,0ml
Volume final 500,0ml

Ácido acético 5%
Ácido acético glacial 5,0ml
Água destilada 95,0ml
Volume final 100,0ml

OBSERVAÇÃO IMPORTANTE: O ácido acético glacial é corrosivo e o contato com a pele produz queimaduras. Os vapores têm cheiro forte e desagradável e são irritantes para os olhos e mucosas. Para pipetar este ácido, deve-se utilizar pêras próprias. NUNCA USAR A BOCA DIRETAMENTE NA PIPETA. Trabalhar em capela.

Glicerina 50%
Glicerina 50ml
Água destilada, completar até 100,0ml

Azul de astra 1%
Azul de astra 1,0g
Água destilada, completar até 100ml

Dissolver o corante na água e filtrar em lã de vidro.

Safranina 1%
Safranina 0,1g
Água destilada, completar até 10,0ml

Dissolver a safranina emágua aquecida a 50°C. Filtrar em lã de vidro

Azul de astra 1%-safranina 1%, 9:1 (v/v)
Azul de astra 1% 90,0ml
Safranina 1% 10,0ml
Volume final 100,0ml



Figura 3: Montagem da lâmina. Modo de cobrir os cortes com a lamínula. (Fonte: Oliveira & Saito, 1991).

5. SUBSTÂNCIAS ERGÁSTICAS

Objetivo: Observar substâncias ergásticas em pecíolos de comigo-ninguém-pode (ráfides, drusas)

Materiais:
 Pecíolos de comigo-ninguém-pode (Dieffenbachia spp. - Araceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Efetuar cortes transversais no pecíolo de comigo-ninguém-pode seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte);
2. Observar e ilustrar;
3. Selecionar os melhores cortes e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
4. Observar e ilustrar.


6. PARÊNQUIMA E COLÊNQUIMA

Objetivo: Observar parênquima e colênquima.

Materiais:
 Pecíolo de abóbora (Cucurbita sp. – Cucurbitaceae), sabugueiro (Sambucus sp. – Caprifoliaceae) e mamona (Ricinus communis L. – Euphorbiaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
5. Efetuar cortes transversais no pecíolo de comigo-ninguém-pode seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte);
6. Selecionar os melhores cortes e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
7. Observar e ilustrar.

7. ESCLERÊNQUIMA

Objetivo: Observar esclerênquima.

Material:
 Fruto de pêra (Pyrus communis L. – Rosaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Floroglucinol e ácido clorídrico
 Lâmina e lamínula

Métodos:
1. Retire um pequeno pedaço do fruto e amasse-o sobre a lâmina;
2. Pingue uma gota da solução 1 (Floroglucinol) e em seguida pingue uma gota da solução 2 (Ácido clorídrico);
3. Com papel toalha, retire o excesso do reagente, pingue uma gota d’água e cubra com lamínula.

Material:
 Folha de Dracena (Dracaena fragans Ker. Gawl – Liliaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Efetuar cortes transversais e longitudinais da folha de Dracena seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração)
2. Observar e ilustrar.


8. EPIDERME

Objetivo: Observar epiderme.


Material:
 Folhas de trapoeraba-roxa (Tradescantia sp – Commelinaceae), capim-colonião (Panicum maximum Jacq. - Poaceae), Jibóia (Scindapsus aureus Engl. – Araceae) e manjericão (Ocimum basilicum L. – Labiatae).
 Lâminas de barbear
 Lixa de unha
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos
1-Manjericão
1. Efetuar cortes paradérmicos no lado abaxial e adaxial da folha de manjericão seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
2. Observar e ilustrar.

2-Trapoeraba-roxa
1. Com auxilio da unha ou de algum material pontiagudo, destacar a epiderme abaxial e adaxial da folha de trapoeraba roxa e montar em lâmina com glicerina 50%;
2. Corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
3. Observar e ilustrar.

3-Capim colonião
1. Pegue um pedaço de uma folha de capim colonião e lixe-a numa lixa de unhas até ficar translúcida. Atenção, se quiser observar o lado abaxial, lixe o lado adaxial e vice-versa;
2. Corte o pedaço translúcido e core-o utilizando as técnicas do item 4.3 (coloração);
3. Observar e ilustrar.


4-Jibóia
1. Passe uma camada de esmalte numa pequena área de uma folha de jibóia (cerca de 2 cm2), espere secar e passe mais uma camada de esmalte. Repita a operação ao menos três vezes;
2. Depois de seca, retire a camada de esmalte com auxílio da unha ou de algum material pontiagudo;
3. Coloque a película (mantendo a posição original) sobre uma lâmina (NÃO PINGUE ÁGUA);
4. Observar e ilustrar.


9. XILEMA E FLOEMA

Objetivo: Observar xilema e floema.

Materiais:
 Caule e/ou pecíolo de aboboreira (Cucurbita sp. – Cucurbitaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Efetuar cortes transversais e longitudinais no caule e pecíolo de aboboreira seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
2. Observar e ilustrar.

10. CAMBIO VASCULAR
Objetivo: Observar cambio vascular.

Materiais:
 Caule e/ou pecíolo de mamona (Ricinus communis L. - Euphorbiaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
3. Efetuar cortes transversais no caule e pecíolo de mamona seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
4. Observar e ilustrar.

11. PERIDERME

Objetivo: Observar periderme.

Materiais:
 Caule de hibiscus (Hibiscus rosa-sinensis L. – Malvaceae) e espirradeira (Nerium oleander L. –Apocynaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
5. Efetuar cortes transversais do caule de hibiscus e espirradeira seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
6. Observar e ilustrar.


12. ABSORÇÃO DE ÁGUA POR SEMENTES DE FEIJÃO

Objetivo: Observar a capacidade de absorção de água pelas sementes.

Materiais:
 Feijão
 Água
 Balança
 Proveta e béquer
 Papel toalha
 Placa de Petri

Métodos:
1. Pesar aproximadamente 10 g de feijão e anotar o peso na tabela (peso inicial);
2. Transferir os feijões para uma proveta (com capacidade de 50ml) contendo 20 ml de água e anotar o valor de deslocamento do líquido. O volume do feijão é o volume final menos o volume final. Anote o volume encontrado na tabela (volume inicial);
3. Deixe as sementes mergulhadas em 200ml de água por 24 horas;
4. Após 24 horas, secar as sementes e em seguida medir o peso e o volume finais da semente. Anote na tabela.
Peso inicial (g) Peso final (g)  Peso (g) Volume inical (ml) Volume final (ml)  Volume (ml)



13. GERMINAÇÃO DE SEMENTES COM TEGUMENTO IMPERMEÁVEL

Objetivo: Verificar o efeito de escarificação na germinação de sementes.

Materiais:
 Lixa
 20 Sementes de Flamboyant (Delonix regia (Boj.) Raff.) e 20 sementes de Guapuruvu (Schizolobium parahyba (Vel.) Toledo)
 Aquecedor elétrico
 Béqueres
 4 conjuntos de Placas de Petri
 Papel de filtro
 Pipeta graduada (5ml)

Métodos:
1. Colocar 2 folhas de papel filtro em cada conjunto de placa de petri e 5ml de água destilada;
2. Lixar 10 sementes de Flamboyant com cuidado, para não danificar o embrião, e coloque-as numa das placas de Petri. Coloque em outra placa 10 sementes não lixadas;
3. Ferver água em um béquer e mergulhar 10 sementes de Gurpuruvu nesta água até que elas estalem (menos de 1 minuto). Retire-as do béquer e coloque-as numa placa de Petri. Coloque também em outra placa 10 sementes não mergulhadas na água fervente.
4. Verificar depois de uma semana.

Pergunta:
1. Qual o objetivo dos procedimentos realizados no experimento? Como isto é obtido na natureza?


14. ANÁLISE DE CRESCIMENTOObjetivo: Observar e analisar o crescimento do feijão (Phaseolus vulgaris L. – Leguminosae) e milho (Zea mays L. – Poaceae)

Materiais:
 Sementes de feijão e milho
 Lâminas de barbear
 Tesoura
 Régua ou paquímetro
 Balança
 Estufa
 Copos descartáveis de água
 Terra para jardinagem
 FAA
 Potes de vidro

Métodos:
1. Coloque num béquer 100 sementes de feijão e em outro 100 sementes de milho com água por 24 horas;
2. Fure o fundo de 33 copos descartáveis de água, encha-os com terra para jardinagem e separe-os em 11 lotes com 3 copos cada;
3. Plante 3 sementes em cada copo e proceda da seguinte maneira:
 No primeiro lote meça, a cada três dias, a altura atingida pelas plantas, assim como o comprimento e a largura do limbo das folhas primárias;
 Do segundo ao décimo lote obtenha o peso fresco e o peso seco de 9 plantas a cada três dias. Obs.: para se obter o peso seco ponha o material vegetal em estufa por 24 horas;
 No décimo primeiro lote retire plantas em diversas etapas do desenvolvimento e fixe-as em FAA para realização de análise anatômica (vide prática 4).
4. Com os valores médios de suas medidas, construa um gráfico com a curva de crescimento;
5. Observe e ilustre todo o desenvolvimento.


15. ANATOMIA DO CAULE

Objetivo: Observar a estrutura anatômica do caule de uma monocotiledônea e eudicotiledônea.

Materiais:
 Caule de feijão (Phaseolus vulgaris L. – Leguminosae) e milho (Zea mays L. – Poaceae) cultivados no experimento 14 em diversos estágios de desenvolvimento.
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Efetuar cortes transversais e longitudinais no caule de feijão e milho seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração)
2. Observar e ilustrar.

16. GEOTROPISMO DO CAULE

Objetivo: Observar o geotropismo no caule

Materiais:
 Planta de beijo (Impatiens balsamina L. - Balsaminaceae) envasada
 Algodão
 Placa de petri
 Caixa de papelão ou madeira

Métodos:
1. Tome uma planta envasada de beijo (Impatiens balsamina);
2. Coloque o vaso deitado de modo que a planta fique em posição horizontal. Para isso, envolva o vaso em algodão umedecido e ponha tudo numa placa de petri;
3. Coloque o conjunto em câmara escura (pode ser uma caixa de papelão ou madeira);
4. Observe diariamente, durante uma semana;
5. Faça anotações e ilustrações.



17. FOTOTROPISMO DO CAULE
Objetivo: Observar o fototropismo de caules.

Materiais:
 Plantas envasadas de feijão
 Caixa de papelão ou madeira

Métodos:
1. Tome plantinhas envasadas de feijão;
2. Coloque-as numa caixa de madeira ou papelão de modo a receber luz somente de um lado;
3. Observe diariamente durante 3 dias o que ocorre;
4. Faça um esquema do que observou.


18. DOMINÂNCIA APICAL DO CAULE
Materiais:
 Plantas envasadas de feijão
 Lâminas de barbear

Métodos:
1. Obtenha 4 vasos com plantas de feijão;
2. Corte a gema terminal de 2 plantas;
3. Observe e ilustre as plantas durante 3 semanas.


19. POLARIDADE EM ESTACAS DE BOLDO Objetivo: Observar o fenômeno de polaridade pela emissão de raízes adventícias e de gemas em estacas de plantas superiores

Materiais:
 Estacas de boldinho (Plectranthus neochilus Schlechter – Labiatae)
 Béqueres
 Papel filme

Métodos:
1. Preparar 8 estacas de boldo cortando todas as folhas dos ramos coletados;
2. Em um béquer com água colocar 4 estacas de boldo com o ápice morfológico voltado para cima e, em outro béquer, 4 estacas com o ápice morfológico voltado para baixo;
3. Observar os resultados em algumas semanas.

Perguntas:
1. Somente os caules apresentam o fenômeno da polaridade, explique?
2. Compare e explique o que ocorreu em cada lote de estacas:
3. Qual o hormônio envolvido neste fenômeno e como ele atua?


20. ANATOMIA DA RAIZ

Objetivo: Observar a estrutura anatômica da raiz de uma monocotiledônea e eudicotiledônea.

Materiais:
 Raiz de feijão (Phaseolus vulgaris L. – Leguminosae) e milho (Zea mays L. – Poaceae) cultivados no experimento 14 em diversos estágios de desenvolvimento.
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
7. Efetuar cortes transversais e longitudinais na raiz de feijão e milho seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração)
8. Observar e ilustrar.


21. REGIÃO DE CRESCIMENTO EM RAÍZES DE MILHO

Objetivo: Observar as regiões de crescimento na raiz.

Materiais:
 Sementes de milho germinadas à aproximadamente uma semana
 As raízes serão colocadas para germinar sobre papel filtro umedecido com água em placa de Petri.
 Caneta de retroprojetor e régua

Métodos:
1. Marcar com caneta de retroprojetor de 0,5 em 0,5mm a raiz do milho germinado;
2. Colocar as sementes com as raízes marcadas numa placa de petri com papel de filtro úmido;
3. Medir o espaçamento das marcações após 24 horas.

Perguntas:
1. Quais as diferenças observadas nos sistemas radiculares?
2. Quais as funções que as raízes desempenham para as plantas?
3. Qual a região da raiz que mais absorve água e por quê?
4. Qual a região radicular em que ocorre maior crescimento e por quê?


22. GEOTROPISMO DE RAÍZES

Objetivo: Observar o geotropismo em raízes.

Materiais:
 Sementes de milho
 Papel de filtro
 Água
 Placas de petri
 Caixa de papelão ou madeira

Métodos:
 Sementes de milho germinadas à aproximadamente uma semana;
 As raízes serão colocadas para germinar sobre papel filtro umedecido com água em placa de Petri;
 Coloque as sementes germinadas de modo que a raiz fique na posição horizontal;
 Ponha o conjunto numa câmara escura (caixa de papelão ou madeira);
 Observe e ilustre no dia seguinte.

23. ANATOMIA DA FOLHA
Objetivo: Observar a estrutura anatômica da folha de uma monocotiledônea e eudicotiledônea.
Materiais:
 Folha de feijão (Phaseolus vulgaris L. – Leguminosae) e milho (Zea mays L. – Poaceae) cultivados no experimento 14 em diversos estágios de desenvolvimento.
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
9. Efetuar cortes transversais e paradérmicos na folha de feijão e milho seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração)
10. Observar e ilustrar.

24. CRESCIMENTO DE PLANTAS JOVENS NO ESCURO E NA LUZ
Objetivo: Observar e analisar o crescimento em plantas jovens de feijão no escuro e na luz.

Materiais:
 Sementes de feijão
 Copos descartáveis de água
 Tesoura
 Caixa de papelão ou madeira
 Lâminas de barbear
 Balança
 Estufa

Métodos:
1. Coloque num béquer 200 sementes de feijão com água por 24 horas;
2. Pegue 20 recipientes (copos descartáveis de água), fure-os no lado inferior, encha-os com terra e plante em cada um 10 sementes de feijão;
3. Coloque um lote de 10 recipientes numa câmara escura (pode ser uma caixa de papelão ou madeira) e o outro lote em lugar exposto a luz;
4. Dois dias após o plantio retire de cada lote 5 plantas e faça o seguinte procedimento:
5. Lave as plantas para remover o solo e seque-as em papel;
6. Separe os cotilédones do embrião;
7. Determine o peso fresco do par de cotilédones;
8. Ponha na estufa para secar por 24 horas;
9. Determine o peso seco do par de cotilédones;
10. Embrião: separe o primeiro par de folhas, caule e raízes. Para cada uma destas partes faça como indicado para cotilédones;
11. Faça este procedimento todos os dias até terminarem as plantas;
12. Ponha os dados obtidos num gráfico (peso em g/dias) de peso seco e fresco de cada parte da planta, como também da planta toda;
13. Determine a razão raízes/parte aérea.
14. Observe e ilustre todo o desenvolvimento.



Bibliografia
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