Resultado Final Botânica III 2010-2

Matrícula	Nota Prova 1	Nota Prova 2	Trabalho vídeo	Bônus média	Média	Situação
200910241711	---	---	---	---	---	---
200620573111	3,0	4,5	---	0,3	2,8	RP
200910318211	9,5	7,5	10,0	0,3	9,3	AP
200910061611	6,5	8,0	10,0	0,1	8,3	AP
200910098611	7,5	8,0	10,0	0,3	8,8	AP
200720438511	---	---	---	---	---	---
200910317611	8,5	7,5	10,0	0,3	9,0	AP
200910112211	6,0	6,0	10,0	0,3	7,6	AP
200720538011	---	---	---	---	---	---
200920430211	6,1	4,5	10,0	0,2	7,0	AP
200720508911	---	---	---	---	---	---

Matrícula	Nota Prova 1	Nota Prova 2	Trabalho vídeo	Bônus média	Média	Situação
200910190511	8,1	8,5	10,0	0,3	9,0	AP
200910172411	4,0	8,0	10,0	0,3	7,6	AP
200910298111	4,5	6,0	10,0	0,3	7,1	AP
200910239611	3,5	---	---	0,1	1,3	RP
200910324811	5,5	6,0	10,0	0,1	7,3	AP
200910212811	8,5	5,0	10,0	0,3	8,1	AP
200910234011	9,5	7,5	10,0	0,4	9,4	AP
200910046111	6,5	8,0	10,0	0,3	8,5	AP
200820600213	6,5	7,5	10,0	0,3	8,3	AP
200910329111	5,0	7,5	10,0	0,3	7,8	AP
200910139311	6,0	8,0	10,0	0,3	8,3	AP
200910225211	5,5	7,5	10,0	0,3	8,0	AP
200910312911	2,5	5,0	10,0	0,3	6,1	PF
200910063411	4,5	8,5	10,0	0,3	8,0	AP
200910058711	9,0	4,5	10,0	0,4	8,2	AP
200820469111	9,5	4,5	10,0	0,4	8,4	AP
200910309111	8,5	8,0	10,0	0,4	9,2	AP
200910124411	7,0	6,0	10,0	0,3	8,0	AP
200910043911	6,0	8,0	10,0	0,4	8,4	AP

ROTEIRO DE AULAS PRÁTICAS

Recomendações para as aulas práticas

Para melhor aproveitamento das aulas práticas, os seguintes procedimentos são recomendados:

 Comparecer à aula pontualmente e munido de jaleco branco;
 Ler cuidadosamente o roteiro da prática antes de iniciar sua execução;
 Dividir os trabalhos eqüitativamente com o(s) companheiro(s) do grupo;
 Tomar notas das observações e dos resultados, levando em conta todos os pormenores relevantes à preparação do Relatório;
 Discutir com o instrutor todos os pontos duvidosos;
 Usar apenar o material estritamente necessário, evitando desperdícios e danos;

Redação do Relatório

O relatório de cada prática deverá conter:
 Título da prática e data da sua realização
 Resultados
 Respostas das questões fornecidas (quando houver)

As atividades práticas assim como os relatórios serão realizados em duplas.


1. Células de Elódea

Objetivo: Observar os cloroplastos e o processo de plasmólise em células de Elódea (planta aquática)

Materiais:
 Elódea
 Água e solução de sacarose 1M
 Lâminas e lamínulas
 Microscópio óptico

Métodos:
1. Preparar duas lâminas com folhas de Elódea (lâminas A e B). Na lâmina A gotejar água e na lâmina B gotejar a solução de sacarose 1M;
2. Aguardar cerca de 10 minutos e observar ao microscópio;
3. Desenhar o que foi observado em cada lâmina.

Pergunta:
1. Defina plasmólise.


2. Células da epiderme dos catafilos da cebola

Objetivo: Observação de célula vegetal – parede celular, citoplasma, núcleo, células normais e células plasmolisadas.

Materiais:
 Cebola
 Água e Glicerina
 Azul de metileno
 Papel de filtro
 Lâminas e lamínulas
 Microscópio óptico

Métodos:
1. Retirar o catafilo de um bulbo de cebola;
2. Com a lâmina de barbear destacar um fragmento de camada mais externa do catafilo;
3. Montar o material em 1 gota d´àgua e 1 gota de azul de metileno entre a lâmina e a lamínula;
4. Observar ao microscópio;
5. Desenhar;
6. Retirar o azul de metileno e a água com pedaço de papel filtro, após levantar a lamínula;
7. Adicionar glicerina, tomando-se o cuidado de evitar a presença de bolhas;
8. Observar ao microscópio, notando-se o aspecto das células plasmolisadas.
9. Desenhar.


3. Células parenquimáticas do tubérculo de batata inglesa
Objetivo: Observação de célula vegetal contendo reservas de amido.

Materiais:
 Tubérculo de Batata inglesa
 Água
 Azul de metileno
 Papel de filtro
 Lâminas e lamínulas
 Microscópio óptico

Métodos:
1. Cortar o mais fino possível, com auxílio de lâmina de barbear, tubérculo de batata descascado;
2. Montar um dos cortes obtidos, em água, entre lâmnia e lamínula;
3. Colocar, em um vidro de relógio, 10 gotas de água e 1 gota de lugol;
4. Transferir um corte para este líquido, para corá-lo;
5. Montar o corte entre a lâmina e a lamínula e observa-lo ao microscópio;
6. Desenhar.


4. TÉCNICAS DE FIXAÇÃO, CORTE, COLORAÇÃO E MONTAGEM DE LÂMINAS

4.1. FIXAÇÃO

A fixação paralisa os processos vitais e os de autólise e estabiliza os componentes celulares. O tempo de fixação é variável: depende do tipo de fixador, das dimensões das peças e resistência destas à penetração do fixador. O volume de fixador deve serem geral cerca de 10x o volume do material (segundo Kraus & Arduin 1997).

Materiais:
 Formaldeído 37%
 Ácido acético glacial
 Etanol
 Recipientes de vidro.

Métodos:

FAA
Formaldeído, ácido acético, etanol 50% ou 70%, 1:1:18 (v/v)

Formaldeído 37% 50,0ml
Ácido acético glacial 50,0ml
Etanol 50% ou 70% 900,0ml

FAA significa: Formaldeido, ácido Acético e Álcool etílico. Este último pode estar em grau 50% (FAA50) ou em 70% (FAA70). Colocar o material no fixador (24 horas). O material botânico pode ser guardado no fixador.

OBSERVAÇÃO IMPORTANTE: O formaldeído 37% emite vapores fortemente irritantes para as mucosas e membranas; o contato com a pele pode causar dermatites e a ingestão causa fortes dores abdominais, proteinúria, hematúria, e finalmente coma e morte. Trabalhar em capela ou em lugar bem ventilado, mesmo com soluções de formalina mais fracas.

OBSERVAÇÃO IMPORTANTE: O ácido acético glacial é corrosivo e o contato com a pele produz queimaduras. Os vapores têm cheiro forte e desagradável e são irritantes para os olhos e mucosas. Para pipetar este ácido, deve-se utilizar pêras próprias. NUNCA USAR A BOCA DIRETAMENTE NA PIPETA. Trabalhar em capela.


4.2. CORTE

Materiais:
 Material botânico (caule, folhas, raízes, etc.)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água
 Lâminas e lamínulas

Métodos:

O material vegetal apresenta características que permitem a obtenção de cortes histológicos feitos à mão-livre. Esse processo é rápido e simples, dispensando equipamentos sofisticados e permitindo análise imediata, aplicação de testes, colorações, etc.

1. Verificar a orientação do corte a ser realizado (Figura 1);
2. Tomar um fragmento da amostra vegetal e mantê-lo com firmeza entre os dedos indicador e polegar da mão esquerda (para destros). Quando o material for muito pequeno ou frágil, como no caso de fragmentos de folhas, e não puder ser mantido com firmeza entre os dedos da mão, deve-se recorrer a suportes. Estes podem ser pedaços de cortiça, de medula de pecíolo de embaúba, de isopor etc. Para tanto, deve-se secionar longitudinalmente o suporte e introduzir o fragmento do material a ser cortado entre ambas as porções (“fazer um sanduíche”) e segurar o conjunto firmemente. (Figura 2).
3. Cortar, por meio de uma lâmina de barbear, a superfície superior do material ou do suporte com o material, de modo a deixá-la reta e igualada;
4. Colocar uma gota de água ou do próprio fixador sobre a superfície a ser cortada, para possibilitar o deslize da lâmina de barbear nova. A lâmina usada não possibilita a obtenção de bons cortes;
5. Com a lâmina de barbear nova, mantida entre os dedos polegar e indicador da mão direita, secionar o material. Durante o secionamento a lâmina deve deslizar suavemente sobre a superfície do material. Evitar exercer forte pressão sobre este (Figura 2);
6. Os cortes devem ser delgados. É conveniente realizar um grande número de cortes para posterior seleção dos mais delgados. Não é necessário, de um modo geral, que o corte abranja toda a superfície do material;
7. Transferir os cortes obtidos, por meio de um pincel nº0, para um vidro de relógio ou placa de petri contendo água destilada ou fixador. Na visualização dos cortes, é conveniente colocar o vidro de relógio sobre um fundo de cor branca quando estes apresentarem coloração e, sobre um fundo preto, se forem brancos;
8. Selecionar os cortes mais finos.



Figura 1: a-Corte paradérmico de folha; b-corte longitudinal de folha; c-corte transversal de folha; d-corte transversal de caule; e- corte longitudinal tangencial de caule; f-corte longitudinal radial de caule. (Fonte: Kraus & Arduin, 1997).



Figura 2: a-Preparação de suporte para espécime; b-posiciosamento correto para secionamento à mão-livre. (Fonte: Kraus & Arduin, 1997).

4.3. COLORAÇÃO (AZUL DE ASTRA E SAFRANINA)

Materiais:
 Material botânico
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Fazer cortes à mão livre de materiais frescos ou fixados e colocá-los em água destilada;
2. Clarifica-los em água sanitária 10-50%, conforme o tipo de material;
3. Lavar em água destilada (3-5 vezes, 1 minuto cada);
4. Passar em ácido acético (5%)
5. Lavar em água destilada (1 vez);
6. Corar com azul de astra e safranina, 9:1 (v/v), durante 5-8 segundos;
7. Lavar os cortes em água destilada (1 minuto);
8. Colocar o material numa lâmina;
9. Pingar uma gota de glicerina 50% sobre o material (Figura 3);
10. Cobrir com lamínula (Figura 3);
11. Vedar o espaço entre a lâmina e a lamínula com esmalte de unhas incolor (em caso do material botânico estar fixado).

Água sanitária 10%
Água sanitária 50,0ml
Água destilada 450,0ml
Volume final 500,0ml

Água sanitária 50%
Água sanitária 250,0ml
Água destilada 250,0ml
Volume final 500,0ml

Ácido acético 5%
Ácido acético glacial 5,0ml
Água destilada 95,0ml
Volume final 100,0ml

OBSERVAÇÃO IMPORTANTE: O ácido acético glacial é corrosivo e o contato com a pele produz queimaduras. Os vapores têm cheiro forte e desagradável e são irritantes para os olhos e mucosas. Para pipetar este ácido, deve-se utilizar pêras próprias. NUNCA USAR A BOCA DIRETAMENTE NA PIPETA. Trabalhar em capela.

Glicerina 50%
Glicerina 50ml
Água destilada, completar até 100,0ml

Azul de astra 1%
Azul de astra 1,0g
Água destilada, completar até 100ml

Dissolver o corante na água e filtrar em lã de vidro.

Safranina 1%
Safranina 0,1g
Água destilada, completar até 10,0ml

Dissolver a safranina emágua aquecida a 50°C. Filtrar em lã de vidro

Azul de astra 1%-safranina 1%, 9:1 (v/v)
Azul de astra 1% 90,0ml
Safranina 1% 10,0ml
Volume final 100,0ml



Figura 3: Montagem da lâmina. Modo de cobrir os cortes com a lamínula. (Fonte: Oliveira & Saito, 1991).

5. SUBSTÂNCIAS ERGÁSTICAS

Objetivo: Observar substâncias ergásticas em pecíolos de comigo-ninguém-pode (ráfides, drusas)

Materiais:
 Pecíolos de comigo-ninguém-pode (Dieffenbachia spp. - Araceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Efetuar cortes transversais no pecíolo de comigo-ninguém-pode seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte);
2. Observar e ilustrar;
3. Selecionar os melhores cortes e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
4. Observar e ilustrar.


6. PARÊNQUIMA E COLÊNQUIMA

Objetivo: Observar parênquima e colênquima.

Materiais:
 Pecíolo de abóbora (Cucurbita sp. – Cucurbitaceae), sabugueiro (Sambucus sp. – Caprifoliaceae) e mamona (Ricinus communis L. – Euphorbiaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
5. Efetuar cortes transversais no pecíolo de comigo-ninguém-pode seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte);
6. Selecionar os melhores cortes e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
7. Observar e ilustrar.

7. ESCLERÊNQUIMA

Objetivo: Observar esclerênquima.

Material:
 Fruto de pêra (Pyrus communis L. – Rosaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Floroglucinol e ácido clorídrico
 Lâmina e lamínula

Métodos:
1. Retire um pequeno pedaço do fruto e amasse-o sobre a lâmina;
2. Pingue uma gota da solução 1 (Floroglucinol) e em seguida pingue uma gota da solução 2 (Ácido clorídrico);
3. Com papel toalha, retire o excesso do reagente, pingue uma gota d’água e cubra com lamínula.

Material:
 Folha de Dracena (Dracaena fragans Ker. Gawl – Liliaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Efetuar cortes transversais e longitudinais da folha de Dracena seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração)
2. Observar e ilustrar.


8. EPIDERME

Objetivo: Observar epiderme.


Material:
 Folhas de trapoeraba-roxa (Tradescantia sp – Commelinaceae), capim-colonião (Panicum maximum Jacq. - Poaceae), Jibóia (Scindapsus aureus Engl. – Araceae) e manjericão (Ocimum basilicum L. – Labiatae).
 Lâminas de barbear
 Lixa de unha
 Pincel n° 0
 Pedaços de isopor ou medula de embaúba
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos
1-Manjericão
1. Efetuar cortes paradérmicos no lado abaxial e adaxial da folha de manjericão seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
2. Observar e ilustrar.

2-Trapoeraba-roxa
1. Com auxilio da unha ou de algum material pontiagudo, destacar a epiderme abaxial e adaxial da folha de trapoeraba roxa e montar em lâmina com glicerina 50%;
2. Corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
3. Observar e ilustrar.

3-Capim colonião
1. Pegue um pedaço de uma folha de capim colonião e lixe-a numa lixa de unhas até ficar translúcida. Atenção, se quiser observar o lado abaxial, lixe o lado adaxial e vice-versa;
2. Corte o pedaço translúcido e core-o utilizando as técnicas do item 4.3 (coloração);
3. Observar e ilustrar.


4-Jibóia
1. Passe uma camada de esmalte numa pequena área de uma folha de jibóia (cerca de 2 cm2), espere secar e passe mais uma camada de esmalte. Repita a operação ao menos três vezes;
2. Depois de seca, retire a camada de esmalte com auxílio da unha ou de algum material pontiagudo;
3. Coloque a película (mantendo a posição original) sobre uma lâmina (NÃO PINGUE ÁGUA);
4. Observar e ilustrar.


9. XILEMA E FLOEMA

Objetivo: Observar xilema e floema.

Materiais:
 Caule e/ou pecíolo de aboboreira (Cucurbita sp. – Cucurbitaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Efetuar cortes transversais e longitudinais no caule e pecíolo de aboboreira seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
2. Observar e ilustrar.

10. CAMBIO VASCULAR
Objetivo: Observar cambio vascular.

Materiais:
 Caule e/ou pecíolo de mamona (Ricinus communis L. - Euphorbiaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
3. Efetuar cortes transversais no caule e pecíolo de mamona seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
4. Observar e ilustrar.

11. PERIDERME

Objetivo: Observar periderme.

Materiais:
 Caule de hibiscus (Hibiscus rosa-sinensis L. – Malvaceae) e espirradeira (Nerium oleander L. –Apocynaceae)
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
5. Efetuar cortes transversais do caule de hibiscus e espirradeira seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração);
6. Observar e ilustrar.


12. ABSORÇÃO DE ÁGUA POR SEMENTES DE FEIJÃO

Objetivo: Observar a capacidade de absorção de água pelas sementes.

Materiais:
 Feijão
 Água
 Balança
 Proveta e béquer
 Papel toalha
 Placa de Petri

Métodos:
1. Pesar aproximadamente 10 g de feijão e anotar o peso na tabela (peso inicial);
2. Transferir os feijões para uma proveta (com capacidade de 50ml) contendo 20 ml de água e anotar o valor de deslocamento do líquido. O volume do feijão é o volume final menos o volume final. Anote o volume encontrado na tabela (volume inicial);
3. Deixe as sementes mergulhadas em 200ml de água por 24 horas;
4. Após 24 horas, secar as sementes e em seguida medir o peso e o volume finais da semente. Anote na tabela.
Peso inicial (g) Peso final (g)  Peso (g) Volume inical (ml) Volume final (ml)  Volume (ml)



13. GERMINAÇÃO DE SEMENTES COM TEGUMENTO IMPERMEÁVEL

Objetivo: Verificar o efeito de escarificação na germinação de sementes.

Materiais:
 Lixa
 20 Sementes de Flamboyant (Delonix regia (Boj.) Raff.) e 20 sementes de Guapuruvu (Schizolobium parahyba (Vel.) Toledo)
 Aquecedor elétrico
 Béqueres
 4 conjuntos de Placas de Petri
 Papel de filtro
 Pipeta graduada (5ml)

Métodos:
1. Colocar 2 folhas de papel filtro em cada conjunto de placa de petri e 5ml de água destilada;
2. Lixar 10 sementes de Flamboyant com cuidado, para não danificar o embrião, e coloque-as numa das placas de Petri. Coloque em outra placa 10 sementes não lixadas;
3. Ferver água em um béquer e mergulhar 10 sementes de Gurpuruvu nesta água até que elas estalem (menos de 1 minuto). Retire-as do béquer e coloque-as numa placa de Petri. Coloque também em outra placa 10 sementes não mergulhadas na água fervente.
4. Verificar depois de uma semana.

Pergunta:
1. Qual o objetivo dos procedimentos realizados no experimento? Como isto é obtido na natureza?


14. ANÁLISE DE CRESCIMENTOObjetivo: Observar e analisar o crescimento do feijão (Phaseolus vulgaris L. – Leguminosae) e milho (Zea mays L. – Poaceae)

Materiais:
 Sementes de feijão e milho
 Lâminas de barbear
 Tesoura
 Régua ou paquímetro
 Balança
 Estufa
 Copos descartáveis de água
 Terra para jardinagem
 FAA
 Potes de vidro

Métodos:
1. Coloque num béquer 100 sementes de feijão e em outro 100 sementes de milho com água por 24 horas;
2. Fure o fundo de 33 copos descartáveis de água, encha-os com terra para jardinagem e separe-os em 11 lotes com 3 copos cada;
3. Plante 3 sementes em cada copo e proceda da seguinte maneira:
 No primeiro lote meça, a cada três dias, a altura atingida pelas plantas, assim como o comprimento e a largura do limbo das folhas primárias;
 Do segundo ao décimo lote obtenha o peso fresco e o peso seco de 9 plantas a cada três dias. Obs.: para se obter o peso seco ponha o material vegetal em estufa por 24 horas;
 No décimo primeiro lote retire plantas em diversas etapas do desenvolvimento e fixe-as em FAA para realização de análise anatômica (vide prática 4).
4. Com os valores médios de suas medidas, construa um gráfico com a curva de crescimento;
5. Observe e ilustre todo o desenvolvimento.


15. ANATOMIA DO CAULE

Objetivo: Observar a estrutura anatômica do caule de uma monocotiledônea e eudicotiledônea.

Materiais:
 Caule de feijão (Phaseolus vulgaris L. – Leguminosae) e milho (Zea mays L. – Poaceae) cultivados no experimento 14 em diversos estágios de desenvolvimento.
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
1. Efetuar cortes transversais e longitudinais no caule de feijão e milho seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração)
2. Observar e ilustrar.

16. GEOTROPISMO DO CAULE

Objetivo: Observar o geotropismo no caule

Materiais:
 Planta de beijo (Impatiens balsamina L. - Balsaminaceae) envasada
 Algodão
 Placa de petri
 Caixa de papelão ou madeira

Métodos:
1. Tome uma planta envasada de beijo (Impatiens balsamina);
2. Coloque o vaso deitado de modo que a planta fique em posição horizontal. Para isso, envolva o vaso em algodão umedecido e ponha tudo numa placa de petri;
3. Coloque o conjunto em câmara escura (pode ser uma caixa de papelão ou madeira);
4. Observe diariamente, durante uma semana;
5. Faça anotações e ilustrações.



17. FOTOTROPISMO DO CAULE
Objetivo: Observar o fototropismo de caules.

Materiais:
 Plantas envasadas de feijão
 Caixa de papelão ou madeira

Métodos:
1. Tome plantinhas envasadas de feijão;
2. Coloque-as numa caixa de madeira ou papelão de modo a receber luz somente de um lado;
3. Observe diariamente durante 3 dias o que ocorre;
4. Faça um esquema do que observou.


18. DOMINÂNCIA APICAL DO CAULE
Materiais:
 Plantas envasadas de feijão
 Lâminas de barbear

Métodos:
1. Obtenha 4 vasos com plantas de feijão;
2. Corte a gema terminal de 2 plantas;
3. Observe e ilustre as plantas durante 3 semanas.


19. POLARIDADE EM ESTACAS DE BOLDO Objetivo: Observar o fenômeno de polaridade pela emissão de raízes adventícias e de gemas em estacas de plantas superiores

Materiais:
 Estacas de boldinho (Plectranthus neochilus Schlechter – Labiatae)
 Béqueres
 Papel filme

Métodos:
1. Preparar 8 estacas de boldo cortando todas as folhas dos ramos coletados;
2. Em um béquer com água colocar 4 estacas de boldo com o ápice morfológico voltado para cima e, em outro béquer, 4 estacas com o ápice morfológico voltado para baixo;
3. Observar os resultados em algumas semanas.

Perguntas:
1. Somente os caules apresentam o fenômeno da polaridade, explique?
2. Compare e explique o que ocorreu em cada lote de estacas:
3. Qual o hormônio envolvido neste fenômeno e como ele atua?


20. ANATOMIA DA RAIZ

Objetivo: Observar a estrutura anatômica da raiz de uma monocotiledônea e eudicotiledônea.

Materiais:
 Raiz de feijão (Phaseolus vulgaris L. – Leguminosae) e milho (Zea mays L. – Poaceae) cultivados no experimento 14 em diversos estágios de desenvolvimento.
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
7. Efetuar cortes transversais e longitudinais na raiz de feijão e milho seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração)
8. Observar e ilustrar.


21. REGIÃO DE CRESCIMENTO EM RAÍZES DE MILHO

Objetivo: Observar as regiões de crescimento na raiz.

Materiais:
 Sementes de milho germinadas à aproximadamente uma semana
 As raízes serão colocadas para germinar sobre papel filtro umedecido com água em placa de Petri.
 Caneta de retroprojetor e régua

Métodos:
1. Marcar com caneta de retroprojetor de 0,5 em 0,5mm a raiz do milho germinado;
2. Colocar as sementes com as raízes marcadas numa placa de petri com papel de filtro úmido;
3. Medir o espaçamento das marcações após 24 horas.

Perguntas:
1. Quais as diferenças observadas nos sistemas radiculares?
2. Quais as funções que as raízes desempenham para as plantas?
3. Qual a região da raiz que mais absorve água e por quê?
4. Qual a região radicular em que ocorre maior crescimento e por quê?


22. GEOTROPISMO DE RAÍZES

Objetivo: Observar o geotropismo em raízes.

Materiais:
 Sementes de milho
 Papel de filtro
 Água
 Placas de petri
 Caixa de papelão ou madeira

Métodos:
 Sementes de milho germinadas à aproximadamente uma semana;
 As raízes serão colocadas para germinar sobre papel filtro umedecido com água em placa de Petri;
 Coloque as sementes germinadas de modo que a raiz fique na posição horizontal;
 Ponha o conjunto numa câmara escura (caixa de papelão ou madeira);
 Observe e ilustre no dia seguinte.

23. ANATOMIA DA FOLHA
Objetivo: Observar a estrutura anatômica da folha de uma monocotiledônea e eudicotiledônea.
Materiais:
 Folha de feijão (Phaseolus vulgaris L. – Leguminosae) e milho (Zea mays L. – Poaceae) cultivados no experimento 14 em diversos estágios de desenvolvimento.
 Lâminas de barbear
 Pincel n° 0
 Vidro de relógio ou placa de petri
 Água destilada
 Água sanitária 10-50%
 Ácido acético 5%
 Azul de astra e safranina 9:1 (v/v)
 Glicerina 50%
 Lâmina e lamínula
 Esmalte de unhas incolor

Métodos:
9. Efetuar cortes transversais e paradérmicos na folha de feijão e milho seguindo as técnicas apresentadas no item 4.2 (corte) e corar seguindo as técnicas no item 4.3 (coloração)
10. Observar e ilustrar.

24. CRESCIMENTO DE PLANTAS JOVENS NO ESCURO E NA LUZ
Objetivo: Observar e analisar o crescimento em plantas jovens de feijão no escuro e na luz.

Materiais:
 Sementes de feijão
 Copos descartáveis de água
 Tesoura
 Caixa de papelão ou madeira
 Lâminas de barbear
 Balança
 Estufa

Métodos:
1. Coloque num béquer 200 sementes de feijão com água por 24 horas;
2. Pegue 20 recipientes (copos descartáveis de água), fure-os no lado inferior, encha-os com terra e plante em cada um 10 sementes de feijão;
3. Coloque um lote de 10 recipientes numa câmara escura (pode ser uma caixa de papelão ou madeira) e o outro lote em lugar exposto a luz;
4. Dois dias após o plantio retire de cada lote 5 plantas e faça o seguinte procedimento:
5. Lave as plantas para remover o solo e seque-as em papel;
6. Separe os cotilédones do embrião;
7. Determine o peso fresco do par de cotilédones;
8. Ponha na estufa para secar por 24 horas;
9. Determine o peso seco do par de cotilédones;
10. Embrião: separe o primeiro par de folhas, caule e raízes. Para cada uma destas partes faça como indicado para cotilédones;
11. Faça este procedimento todos os dias até terminarem as plantas;
12. Ponha os dados obtidos num gráfico (peso em g/dias) de peso seco e fresco de cada parte da planta, como também da planta toda;
13. Determine a razão raízes/parte aérea.
14. Observe e ilustre todo o desenvolvimento.



Bibliografia
Maestri, M.; Alvim, P.T.; Silva, M.A.P.; Mosquim, P.R.; Puschmann, R.; Cano, M.A.O. & Barros. 1998. Fisiologia Vegetal: exercícios práticos. UFV, Viçosa.
Ferri, M.G. 1986. Fisiologia vegetal. Volume 1. São Paulo, EPU.
Ferri, M.G.; Andrade, M.A.B. de & Lamberti, A. 1981. Botânica: fisiologia: curso experimental. Nobel, São Paulo.
Kraus, J.E. & Arduin, M. 1997. Manual básico de métodos em morfologia vegetal. EDUR, Seropédica.
Oliveira, F.O. & Saito, M.L. 1991. Práticas de morfologia vegetal. Atheneu, São Paulo.
Raven, P.H.; Evert, R.F. & Eichhorn, S.E. 2007. Biologia vegetal. Guanabara Koogan, Rio de Janeiro.
Seraphin, E.S. & Câmara, H.H.L.L. 1999. Roteiro para aulas práticas de Fisiologia Vegetal. UFG. (apostila).
Taiz, L. & Zeiger, E. 2004. Fisiologia Vegetal. Porto Alegre, Artmed.